Suomen Hammaslääkärilehti

Poistettujen hampaiden desinfektiomenetelmät

Suomen Hammaslääkärilehti
2019;4(26):34-38
Julia Kirvesniemi, Marja Rytkönen-Nissinen, Minna Karppinen, Sirpa Lindqvist, Jonna Kumpulainen ja Arja Kullaa

Lähtökohdat

Prekliinisessä vaiheessa hammaslääketieteen opiskelijat harjoittelevat toimenpiteitä poistetuilla hampailla. Niiden desinfiointi-menetelmän tulee olla tehokas ja turvallinen, eikä menetelmä saa vaurioittaa hampaan rakennetta. Tällä hetkellä ei ole käytössä yhdenmukaista menetelmää hampaiden desinfektioon, säilytykseen ja kuljetukseen.

Menetelmät

Selvitimme luonnonhampaiden desinfektiomenetelmien tehokkuutta bakteereita vastaan. Hampaita säilytettiin kuivana, fysiologisessa keittosuolaliuoksessa, Micro 10+®- ja A12t Dilutus 80%® (A12t) -liuoksessa.

Viljelynäytteet kerättiin juuri- kanavista ja hampaan pinnalta tai näytteenä oli kokonainen hammas. Viljelynäytteitä rikastettiin Brewer Thioglycollate Medium® -elatusaineessa. Värin muuttuminen ja sameus viittasivat mikrobikasvuun. Negatiiviset rikastusviljelytulokset varmistettiin viljelemällä näytteet maljoilla.

Tulokset

Säilytysnesteenä A12t esikäsittelyn jälkeen esti tehokkaimmin juuri-kanavan ja kokonaisen hampaan bakteerikasvua. Micro 10+® osoittautui puutteelliseksi desinfektiomenetelmäksi.

Johtopäätökset

A12t on hyvä desinfektio- ja säilytysmenetelmä poistetuille hampaille. Se on helppokäyttöinen, eikä se aiheuta merkittäviä ympäristö- ja terveyshaittoja.

Hammaslääketieteen opetukseen kuuluu ennen kliinistä hoitoharjoittelua taitopajaharjoituksia, joissa usein käytetään poistettuja hampaita. Hampaita saadaan eri hoitoyksiköistä ja niiden säilytys- sekä kuljetusnesteet vaihtelevat.

Poistetut hampaat on desinfioitava, jotta niiden käsittely olisi mahdollisimman turvallista. Suuontelon normaaliflooraan kuuluu bakteereita, viruksia ja sieniä. Bakteerit ovat joko aerobisia, fakultatiivisia tai anaerobisia (1). Hampaan ytimessä ja juurikanavissa saattaa olla veriteitse tarttuvia taudinaiheuttajia, joita ovat esimerkiksi HIV (human immunodeficiency virus), hepatiitti B (HBV), hepatiitti C (HCV) sekä patogeeniset bakteerit (2).

Toimenpiteiden harjoittelussa tartunta voi tapahtua aerosolien mukana hammasta porattaessa tai pistotapaturman yhteydessä infektoituneesta instrumentista. Hammaslääketieteen opiskelijoilla on suurempi riski saada pistotapaturmia kuin muilla terveydenhuoltoalan opiskelijoilla, koska hammashoidossa käytettävät instrumentit ovat teräviä ja työskentely tapahtuu pienellä alueella. Arviolta kolmasosa hammaslääketieteen opiskelijoista saa opiskelun aikana ihonalaisen vamman instrumentista (3).

Taitopajaharjoittelussa käytettävien hampaiden desinfioinnista tekee haastavaa se, että desinfektiomenetelmän on pystyttävä tuhoamaan taudinaiheuttajat pinnan lisäksi hampaan sisältä. Myös hampaan rakenteen ja laadun on säilyttävä, jotta harjoittelussa saisi mahdollisimman oikean kokemuksen toimenpiteiden tekemisestä.

Aiemmissa tutkimuksissa on todettu höyrysteriloinnin ja formaliinin olevan tehokkaita sterilointi- ja desinfektio- menetelmiä (4, 5). Höyrysterilointi kuitenkin vaikuttaa dentiinin kovuuteen, mikä voi haitata toimenpiteiden harjoittelua (6). Formaliinia käyttäessä on noudatettava erityistä varovaisuutta, koska se on hyvin myrkyllinen ja karsinogeeninen aine (7). Lääketieteellisten instrumenttien liotukseen käytetyn Gigasept® PA:n (Schülke, Saksa) on todettu olevan hyvä hampaiden desinfiointimenetelmä. Siinä vaikuttava aine on peretikkahappo (8). Myös etikkaa on tutkittu, mutta ei sen vaikutuksia hampaan rakenteeseen (9).

Micro 10+® (Unident, Sveitsi) on samaan tarkoitukseen käytettävä aine kuin Gigasept PA. Vaikuttavia ainesosia Micro 10+:ssä ovat muun muassaalkyyli-(C12-16)-dimetyylibentsyyliammoniumkloridi ja isotridekanolietoksylaatti. Micro 10+ on haitallista hengitettynä, voimakkaasti ihoa syövyttävää ja silmiä vaurioittavaa sekä erittäin myrkyllistä vesieliöille (10).

A12t Dilutus 80%® (Berner Oy/Pro, Suomi) sisältää 80 % alkoholia (77 % etanolia, 3 % 2-metyyli-2-propanolia). Se ei ole ympäristölle vaarallista, mutta se on käyttöturvatiedotteen mukaan haitallista hengitettynä (11). Myös vetyperoksidia (3 %) on tutkittu hampaiden desifiontimenetelmänä, mutta tulokset ovat ristiriitaisia (5, 9).

Desinfektioaineiden ja -menetelmien teho vaihtelee (taulukko 1 «»1). Pääsääntönä voidaan todeta, että hampaan ulkopinta on helpompi desinfioida verrattuna juurikanaviin. Toiset menetelmät heikentävät hampaan rakennetta.

Hampaita toimitetaan taitopajoihin monella tavalla säilytettyinä, ja olisi hyvä löytää niille yhtenäinen säilytys- ja kuljetustapa. Hampaiden desinfiointimenetelmät vaihtelevat myös eri taitopajoissa.

Tällä hetkellä yliopistojen hammaslääketieteen taitopajoissa on käytössä seuraavia hampaiden säilytysmenetelmiä:

  • Micro 10+, joka vaihdetaan uuteen 2–3 kertaa noin kuukauden välein. Sen jälkeen hampaita säilytetään A12t-liuoksessa.
  • LM ProColor® (LM Instruments Oy, Suomi) tai Orbis® (Plandent, Suomi) instrumenttien desinfektioaine, jota vaihdetaan noin kuukauden välein puolen vuoden ajan. Sen jälkeen hampaita säilytetään Desinfektol P®-liuoksessa (Berner, Suomi).
  • 3 % vetyperoksidiliuos (Vitabalans, Suomi), joka vaihdetaan kolme kertaa uuteen noin viikon välein. Sen jälkeen hampaat säilytetään NeoAmisept® (Orion Pharma, Suomi) -liuoksessa.

Tämän tutkimuksen tarkoitus on saada uutta tietoa poistettujen hampaiden desinfiointimenetelmistä, joita voidaan käyttää opetus- tai tutkimustarkoituksiin tarvittavien hampaiden säilytyksessä ja kuljetuksessa. Tavoitteena on löytää tehokas desinfiointimenetelmä, jolla on vähän haittavaikutuksia. Siten voidaan parantaa hammaslääketieteen opiskelu- ja työympäristön turvallisuutta. Tutkimuksen pohjalta laaditaan yhteneväinen ohjeistus hampaita luovuttaville tahoille.

Aineisto ja menetelmät

Tutkimuksen aihepiiristä tehtiin kirjallisuushaku vuosilta 2000–2017 seuraavia avainsanoja käyttäen: extracted teeth, infection control, dental school, research safety, dental school clinic, clinic management, sterilization, disinfection, cross-contamination, biofilm. Käytetyt tietokannat olivat PubMed ja Scopus.

Poistettuja hampaita saatiin Kuopion kaupungin hammashoitoloista ja Kuopion yliopistollisen sairaalan hammaslääketieteen opetusklinikasta potilailta, joille oli tehty hampaanpoisto hoidon yhteydessä. Tutkimuksella on Itä-Suomen yliopiston eettisen toimikunnan lupa.

Hampaita säilytettiin eri tavoin:

  • säilytys kuivana
  • fysiologinen keittosuolaliuos 0,9 % (positiivinen verrokki)
  • Micro 10+ 1. liotuskerta
  • Micro 10+ 2. liotuskerta
  • Micro 10+ 3. liotuskerta
  • A12t muutaman minuutin vetyperoksidiliotuksen (3 %) jälkeen
  • A12t, Micro 10+ -huuhtelun jälkeen

Hampaita säilytettiin joko kuivana tai eri liuoksissa vähintään kuukausi. Kuitenkin Micro 10+ vaihdettiin uuteen noin kuukauden välein, koska sen ajateltiin parantavan desinfektiotulosta. Ensimmäinen liotuskerta tarkoittaa, että liuosta ei ole vaihdettu uuteen. Toinen liotuskerta tarkoittaa, että liuos on vaihdettu uuteen kerran ja kolmas, että liuos on vaihdettu uuteen kaksi kertaa.

Tutkimukseen otettiin yhteensä 47 poistettua hammasta, joissa kaikissa oli kariesta. Jokaisessa eri tavoin säilytetyssä ryhmässä (taulukko 2 «»2) oli kaksi hammasta, joissa oli pulpaan asti ulottuva karies. Muuten hampaissa oli eriasteisia kariespesäkkeitä. Juurihoidettuja hampaita ei kelpuutettu tutkimukseen.

Bakteeriviljelynäytteet kerättiin hampaan pinnalta ja juurikanavasta, tai näytteenä oli kokonainen hammas. Positiivinen verrokkinäyte otettiin suusta paperinastalla hammasvälistä. Lisäksi käytettiin positiivisia verrokkeja tunnetuista bakteeri- viljelmistä ja negatiivista verrokkia ilman näytettä.

Juurikanavanäyteviljelyyn otettiin yhteensä 27 hammasta: kuusi hammasta kuivana, kuusi hammasta fysiologisesta keittosuolaliuoksesta, viisi hammasta Micro 10+ 2. liotuskerrasta, Micro 10+ 3. liotuskerrasta ja A12t:stä, jota edelsi Micro 10+-käsittely. Hampaat asetettiin jäljennösaineeseen (Lab-Putty; Coltene, Sveitsi). Hampaiden kruunuosiin tehtiin urat poralla ja ne halkaistiin steriiliä vipua käyttäen, jotta saatiin juurikanavat näkyviin (kuva 1 «»3). Juurikanavanäytteiden ottamiseen käytettiin paperinastoja, jotka siirrettiin steriilisti viljelyputkiin.

Hampaiden pinnalta otettiin viljelynäyte viidestä hampaasta kustakin desinfektiomenetelmästä seuraavasti: fysiologisesta keittosuolaliuoksesta, Micro 10+ 2. liotuskerrasta, Micro 10+ 3. liotuskerrasta ja A12t:sta, jota edelsi Micro 10+ -käsittely. Hampaista otettiin näyte pyörittelemällä pinnalla keittosuolalla kostutettua steriiliä näytteenottotikkua. Tikkujen päät katkaistiin viljelyputkiin.

Kokonaisten hampaiden viljelyyn otettiin viisi hammasta Micro 10+ 1. liotuskerrasta, Micro+ 10 2. liotuskerrasta, Micro+ 10 3. liotuskerrasta ja A12t:stä, jota edelsi muutaman minuutin vety- peroksidikäsittely. Hampaat siirrettiin kokonaisina viljelyputkiin steriileillä atuloilla. Näytteiksi valittiin selkeästi karioituneita hampaita. Hampaat huuhdeltiin ennen viljelyä keittosuolalla, jotta desinfiointiaineet eivät estäisi kasvua rikastusviljelyssä. Hampaita käsitellessä noudatettiin vastaanoton aseptista työskentelyä käyttäen suojakäsineitä ja -takkia, mutta näytteet otettiin steriilisti.

Näytteitä rikastettiin nestemäisessä elatusaineessa (Brewer Thioglycollate Medium®, Sigma-Aldrich, USA) juurikanavanäyteviljelyssä sekä hampaan pintanäyteviljelyssä 72 tuntia ja kokonaisten hampaiden viljelyssä 48 tuntia. Kasvatusaikaa lyhennettiin kokonaisten hampaiden viljelyyn, jotta viljely ehdittiin tehdä aikataulullisesti. Bakteerikasvu arvioitiin rikastusviljelyputkista, joissa runsas bakteerikasvu näkyi selkeästi nesteen samentumisena tai rakeisuutena (kuva 2 «»4). Kasvun määrä arvioitiin rikastusviljelyn tulosten tulkinnassa asteikolla +, ++, +++. Jos kasvua esiintyi, desinfektiomenetelmä ei ollut riittävä tuhoamaan kaikkia mikrobeja.

Rikastusviljelyn jälkeen kaikista näytteistä tehtiin viljelyt veri- ja suklaamaljoille. Maljoja inkuboitiin +36 ˚C:ssa 24 tuntia kasvatuspusseissa, joihin lisättiin CO2-kehitin rikkaamman hiilidioksidipitoisuuden aikaansaamiseksi (BD GasPak EZ CO2-pouch system, BD Diagnostics, USA). Näytteet viljeltiin myös anaerobimaljoille, joita inkuboitiin anaerobiolosuhteissa +36 ˚C:ssa 48 tuntia kasvatuspusseissa, joihin lisättiin anaerobikehitin ja indikaattori hapettomien kasvatusolosuhteiden aikaansaamiseksi ja varmistamiseksi (BD GasPak EZ Anaerobe-pouch system, BD Diagnostics, USA). Maljaviljelyllä varmistettiin rikastusviljelyn negatiiviset tulokset. Bakteereita ei tyypitetty ja kaikki bakteerikasvu tulkittiin positiiviseksi tulokseksi.

Tulokset

Kaikissa fysiologisessa keittosuolaliuoksessa tai kuivana säilytetyissä hampaissa oli mikrobikasvua juurikanavassa. Sen sijaan hampaan pinnalta otetuissa näytteissä bakteerikasvua ei ollut.

Micro 10+:n vaihtaminen uuteen paransi desinfektiotulosta. Mikrobikasvua esiintyi enemmän kokonaisten hampaiden kuin juurikanavanäytteiden viljelyssä. Jatkoviljelyissä bakteerikasvua havaittiin myös anaerobimaljoilla, joilla myös fakultatiiviset bakteerit kuten streptokokit kasvavat. Hiivakasvua ei havaittu.

Eri desinfektiomenetelmistä A12t- sekä Micro 10+-liuoksen että vetyperoksidin esikäsittelyllä näytti estävän juurikanavan ja kokonaisen hampaan mikrobikasvua.

Juurikanavanäytteiden ja kokonaisten hampaiden viljelyiden tulokset on koottu taulukkoon 2 «»2.

Pohdinta

Tässä tutkimuksessa selvitettiin eri desinfektiomenetelmien tehokuutta poistettujen hampaiden säilytyksessä. Paras desinfektiotulos saavutettiin A12t:llä, jota edelsi Micro 10+- tai vetyperoksidikäsittely. Tutkimustulosten perusteella Micro 10+ yksistään ei ole tehokas desinfektiomenetelmä, vaan tarvittiin lisäksi A12t paremman desinfektiotuloksen saamiseksi. Micro 10+:aa käytettäessä desinfiointi- tulos parani vaihdettaessa se uuteen, etenkin ensimmäisen vaihdon jälkeen. Hampaiden säilytys fysiologisessa keittosuolaliuoksessa (säilytysnesteessä) tai kuivana toimivat positiivisena verrokkina.

Hampaiden sileiltä pinnoilta otetuissa näytteissä ei havaittu bakteerikasvua. Todennäköisesti näytteenottomenetelmä ei toiminut hyvin, koska kasvua ei havaittu edes fysiologisessa keittosuolaliuoksessa säilytetyissä hampaista otetuissa näytteissä. Tästä syystä ei voitu vertailla pinnan ja juurikanavien desinfektiotulosta. Toisaalta myös juurikanavista otettujen näytteiden ja kokonaisten hampaiden desinfektiotulosten välillä oli eroja. Micro10+-käsittelyssä juurikanavien desinfiointitulos oli parempi kuin kokonaisten hampaiden. Tämä ero johtunee siitä, että saman näytesarjan sisällä saattoi olla eroja hampaiden alkuperäisessä mikrobimäärässä. Etenkin kokonaisten hampaiden käsittelyyn valittiin selvästi karioituneita hampaita, kun taas juurikanavanäytteet otettiin hampaista.

Luotettavimpana voidaan pitää tuloksia kokonaisten hampaiden desinfioinnista, koska menetelmässä tapahtui todennäköisimmin vähiten virheitä tutkimuksen steriiliydessä, ja näytteet olivat edustavimpia. Mikrobeja saattoi olla jääneenä hampaiden pintojen syviin fissuuroihin tai muihin ahtaisiin paikkoihin, joihin näytteenottotikku ei yltänyt otettaessa näytettä hampaan pinnalta.

Käytetyissä desinfektiomenetelmissä on huomioitava myös hampaita antavalle taholle koituva työmäärä, sillä se voi vaikuttaa hampaiden lähettämiseen opetusklinikkaan. Vaikka höyrysterilointi on tehokas menetelmä, se vaatii paljon työtä ja autoklaavin. Lisäksi autoklavoinnin tehokkuudesta on ristiriitaista tietoa (5, 9, 12).

Tässä työssä tutkittiin eri desinfektiomenetelmien tehokkuutta bakteereita vastaan. Tehoa viruksiin ei tutkittu. Kirjallisuuden mukaan etanoli on tehokkain desinfektioaineena 60–90-painoprosenttisena liuoksena, jolloin sen mikrobisidinen teho on hyvä myös sieniin ja useimpiin viruksiin, mukaan lukien hepatiitti B ja HIV; bakteeri-itiöihin sen teho on heikompi. Vetyperoksidin ja peretikkahappo-johdannaisten desinfektioteho on hyvä viruksiin, sieniin ja bakteeri-itiöihin, mutta ne voivat ärsyttää ihoa ja limakalvoja yli 1–5 %:n vahvuisina (13).

Menetelmän olisi hyvä olla haitaton terveydelle. Tässä tutkimuksessa ei käytetty lainkaan formaliinia sen myrkyllisyyden vuoksi. Formaliinia ei tehokkuudestaan huolimatta tulisi käyttää hampaiden säilytyksessä. Koska desinfiointiaineessa liottaminen on helppoa ja yksinkertaista, A12t näyttää tämän tutkimuksen valossa olevan hyvä desinfiointineste poistetuille hampaille niin säilytystä kuin lähetystä ajatellen. A12t:n hyviä ominaisuuksia ovat myös vähäiset ympäristö- ja terveyshaitat.

Poistettujen hampaiden käyttäminen opiskelussa lisää riskejä verrattuna muovihampaisiin, mutta se on edullista ja vastaa enemmän todellista tilannetta. Suojavarusteiden käyttäminen, aseptiikka ja huolellinen työskentely terävien instrumenttien kanssa lisäävät taitopajan työturvallisuutta. Hampaita lähettävien tahojen yhteneväiset käytännöt helpottavat opetushenkilökunnan työtä taitopajaharjoitusten toteuttamisessa.

Yhteenvetona voidaan suositella yhteneväiseksi käytännöksi poistettujen hampaiden säilytystä ja kuljetusta A12t-liuoksessa sen tehokkuuden, mutta myös helppouden ja turvallisuuden vuoksi. Ennen kuljetusnesteeseen laittoa hampaat voidaan huuhdella vetyperoksidiliuoksessa. Hampaiden jatkokäsittely voi tapahtua edelleen kussakin taitopajassa tarpeen mukaan ennen lopullista käyttöä

Disinfection of extracted teeth for teaching purposes

Dental students practice with extracted teeth before patient care in the educational clinic. Teeth may have blood borne pathogens inside of them and they may infect via aerosols released by drilling the teeth or via percutaneous injury. Because of the risk of cross-contamination, teeth must be disinfected. Autoclaving and formalin are known to be effective disinfectant methods, but autoclaving alters the feel of drilling and formalin is a health hazard.

The present study was conducted to determine an effective and safe method to disinfect the extracted teeth. The teeth were preserved in the following methods: dry, saline, Micro 10+® or A12t Dilutus 80%®. Samples were taken from the surface of the teeth, inside the root canals or the whole teeth were used as a sample. Five or six samples were taken from each area and preservation combination. The samples were enriched in Brewer thioglycollate medium® and cultivated on agar plates. Changes in color and turbidity in the brewer indicated the growth of bacteria. To confirm the negative enrichments results, samples were subcultured onto agar plates. The best results were achieved with A12t Dilutus 80%® which was also an eco-friendly and simple method to disinfect the teeth. It is also important to wear masks, protective eyewear and gloves to provide protection from possible infections.

Julia Kirvesniemi, HLK
Itä-Suomen yliopisto
Marja Rytkönen-Nissinen, yliopistonlehtori
Itä-Suomen yliopisto
Minna Karppinen, HLK
Itä-Suomen yliopisto
Sirpa Lindqvist, hammashoitaja
Itä-Suomen yliopisto
Jonna Kumpulainen, yliopisto-opettaja
Itä-Suomen yliopisto
Arja Kullaa, professori
Itä-Suomen yliopisto
arja.kullaa@uef.fi
Artikkeli perustuu Julia Kirvesniemen hammaslääketieteen lisensiaatin tutkintoon kuuluvien syventävien opintojen kirjalliseen työhön.
Artikkelin kirjoittajilla ei ole taloudellisia sidonnaisuuksia, jotka voisivat vaikuttaa kirjoituksen sisältöön.

Kirjallisuutta

  1. Marsh, Philip D. ym. The resident oral microflora, Oral microbiology. 5. painos. Philadelphia: Churchill Livingstone Elsevier; 2009. s 24–5.
  2. Araujo M.W., Andreana S. Risk and prevention of transmission of infectious diseases in dentistry. Quintessence Int 2002; 33(5): 376–82.
  3. Al-Maweri SA, Tarakji B, Shugaa-Addin B, Al-Shamiri HM, Alaizari NA, AlMasri O. Infection control: Knowledge and compliance among Saudi undergraduate dental students. GMS Hygiene and Infection Control 2015; 10: Doc10.
  4. Western JS, Dicksit DD. A systematic review of randomized controlled trials on sterilization methods of extracted human teeth. J Conserv Dent 2016; 19(4): 343–6.
  5. Sandhu SV, Tiwari R, Bhullar RK, Bansal H, Bhandari R, Kakkar T. ym. Sterilization of extracted human teeth: A comparative analysis. J Oral Biol Craniofac Res 2012; 2(3): 170–5.
  6. Salem-Milani A, Zand V, Asghari-Jafarabadi M, Zakeri-Milani P, Banifatemeh A. The effect of protocol for disinfection of extracted teeth recommended by center for disease control (CDC) on microhardness of enamel and dentin. J Clin Exp Dent 2015; 7(5): e552–6.
  7. Reagena International Oy Ltd. Käyttöturvallisuustiedote Formaliini 10 %, puskuroitu, 12.2.2015. [http://tuoteluettelo.mediq.fi/liitteet/d364469]. Haettu 21.1.2018.
  8. Hope CK, Griffiths DA, Prior DM. Finding an alternative to formalin for sterilization of extracted teeth for teaching purposes. J Dent Educ 2013; 77(1): 68–71.
  9. Gogineni S, Ganipineni K, Babburi S. ym. Evaluation of vinegar as a disinfectant for extracted human teeth – an in-vitro study J Clin Diagn Res. 2016; 10(7): ZC50–2
  10. USF Healthcare S.A. Käyttöturvallisuustiedote Micro 10®+ 21.4.2015. [https://app.ecoonline.com/ecosuite/applic/shoplink/shoplink.php?msdsCid=1001574&viewForm=pdf&msdsInt=10214&msdsLang=5]. Haettu 21.1.2018.
  11. Berner Oy/Pro. Käyttöturvallisuustiedote A12t Dilutus 80% 06.11.2013. [https://www.berner.fi/pro/wp-content/uploads/2016/03/KTT_A12t-Dilutus_16032017.pdf]. Haettu 21.1.2018
  12. Dominici JT, Eleazer PD, Clark SJ, Staat RH, Scheetz JP. Disinfection/sterilization of extracted teeth for dental student use. J Dent Educ 2001; 65(11): 1278–80.
  13. Anttila V, Kanerva M, Kuronen M, Kurvinen T, Lyytikäinen O, Rantala A, Vuento R, Ylipalosaari P. (toim.). Hoitoon liittyvien infektioiden torjunta. 7. uudistettu painos. Helsinki: Terveyden ja hyvinvoinninlaitos; 2018.